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產品簡介
細胞遷移技術實驗介紹細胞遷移是指細胞在接收到遷移信號或感受到某些物質的梯度后產生的移動，在胚胎發育、血管生成、傷口愈合、腫瘤轉移等多個過程中發揮重要作用，檢測細胞遷移能力常用細胞劃痕實驗和Transwell小室檢測兩種方法。
| 品牌 | 其他品牌 |
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細胞遷移是細胞在生理或病理條件下響應化學梯度（趨化性）、機械信號或細胞間相互作用而發生的定向移動，涉及胚胎發育、免疫反應、傷口愈合及腫瘤轉移等關鍵過程。實驗目的包括：
評估遷移能力：如腫瘤細胞的侵襲性、藥物對遷移的抑制/促進作用。
機制研究：分析信號通路（如CCR7受體介導的遷移）、細胞骨架動態（如微管乙酰化與肌動蛋白互作）對遷移的影響。
應用開發：篩選抗癌藥物、優化免疫療法或組織工程策略。
| 方法 | 原理 | 優點 | 局限性 | 適用場景 |
|---|---|---|---|---|
| 劃痕實驗 | 人工制造單層細胞劃痕，觀察細胞填充空白區域的速度和范圍 | 成本低、操作簡單、兼容顯微鏡觀察 | 劃痕寬度不均、無法區分遷移與增殖 | 初步篩選、動態觀察（如腫瘤遷移） |
| Transwell | 利用聚碳酸酯膜分隔上下室，細胞穿透膜孔遷移至下室 | 定量準確、可區分遷移與侵襲 | 需要特殊耗材、操作復雜 | 藥物篩選、趨化性研究 |
| Oris™試劑盒 | 通過細胞接種塞形成檢測區，移除后觀察遷移 | 重復性高、可包被ECM模擬體內環境 | 試劑盒成本較高 | 實時監測、高通量分析 |
| 微流體系統 | 構建微通道模擬體內梯度，追蹤單細胞遷移 | 高精度、可分析趨化梯度 | 設備昂貴、技術要求高 | 機制研究、單細胞行為分析 |
選擇建議：
初步研究：優先選擇劃痕實驗（成本低）或Oris™試劑盒（重復性高）。
定量分析：采用Transwell結合結晶紫染色或熒光標記。
機制探索：推薦微流體系統或活細胞成像（如共聚焦顯微鏡追蹤微管動態）。
材料：6孔板、20 μL槍頭/滅菌牙簽、無血清培養基、PBS、ImageJ軟件。
步驟：
細胞準備：
接種細胞至6孔板，密度需過夜后達到100%融合（避免邊緣效應）。
若研究增殖影響，使用無血清培養基處理（濃度需預實驗優化）。
劃痕制作：
用槍頭垂直劃兩條交叉線（確保劃痕寬度一致）。
推薦使用Culture Insert模具提高劃痕均一性。
清洗與培養：
PBS輕柔清洗3次，去除脫落細胞碎片。
加入含處理因素（如藥物、基因編輯）的培養基。
圖像采集：
0小時、24小時（或根據細胞類型調整）拍攝固定位點（標記孔板底部輔助定位）。
使用相差顯微鏡或熒光顯微鏡（若標記細胞）。
數據分析：
長度法：測量劃痕邊緣間距，計算遷移距離（適用于遷移方向整齊的細胞）。
面積法：用ImageJ“魔棒工具"量化劃痕閉合百分比（推薦用于不規則遷移）。
關鍵優化點：
控制溫度（37℃）和CO?濃度，避免環境波動影響遷移速度。
縮短劃痕后次拍照時間（≤1小時），減少細胞應激反應。
材料：Transwell小室（孔徑8 μm）、Matrigel（侵襲實驗）、結晶紫/DAPI染色液。
步驟：
小室預處理：
遷移實驗：上室加入無血清培養基，下室含10% FBS作為趨化劑。
侵襲實驗：上室預鋪Matrigel（4℃融化后1:8稀釋，37℃凝固1小時）。
細胞接種：
消化細胞后重懸于無血清培養基，調整密度至1–5×10?/mL。
加入上室（200 μL/孔），下室填充600 μL含血清培養基。
培養與染色：
37℃培養12–48小時（根據細胞遷移能力調整）。
棉簽擦除上室未遷移細胞，4%多聚甲醛固定，0.1%結晶紫染色20分鐘。
定量分析：
顯微鏡下隨機選取5視野計數遷移細胞。
或溶解結晶紫后測量OD570 nm值（高通量篩選推薦）。
注意事項：
Matrigel處理：避免反復凍融，鋪膠時保持液面水平防止厚度不均。
對照設置：需設空白對照（無細胞）和陽性對照（高遷移細胞系）。
細胞狀態：使用對數生長期細胞，避免過度傳代導致遷移能力下降。
無菌操作：Transwell小室和培養基需嚴格滅菌，防止污染。
數據重復性：每組至少3個復孔，拍照時固定顯微鏡參數（如曝光時間）。
劃痕不均：改用Culture Insert模具或機械劃痕儀（如WoundMaker）。
細胞脫落：劃痕后PBS清洗力度需輕柔，或改用低吸附培養板。
細胞穿透率低：優化細胞密度和培養時間，或預實驗驗證趨化劑濃度。
背景干擾：染色后充分清洗，避免殘留染料影響OD值。
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